2．腹腔脏器的采集 可由膈处切断食管，由盆腔处切断直肠，将胃、肠、肝、胰、脾一起采出，分别检查。也可按脾、胰、胃、肠、肾、肝、膀胱、生殖器的次序分别采出。
(1)脾脏采出 腹腔剖开后，在左侧很容易见到脾脏，一手用镊子将脾脏提起，另一手持剪剪断韧带，采出脾脏。
(2)胰脏采出 胰脏靠近胃大弯和十二指肠，在胰脏的周围有很多脂肪组织，因为胰脏与脂肪组织相似，不易区别。为此，可(3)胃肠采出 在食道与贲门部做双层结扎，中间剪断，再用镊子提起贲门部，一边牵拉，一边切断周围韧带，使胃同周围组(4)肾脏采出 用镊子剥离肾脏周围脂肪，然后将肾脏采出。
(5)肝脏采出 用镊子夹住门静脉的根部，切断血管和韧带。操作时应小心，因为肝脏容易损伤。
将胰脏连同周围的脂肪组织一同采出，浸入10％甲醛溶液中，数秒钟后胰脏变硬成灰白色，脂肪不变色，很容易区分。 织分离，然后按十二指肠、空肠、回肠顺序，切断这些肠管的肠系膜根部，将胃肠从腹腔中一起采出。动作要轻，避免拉断肠管。
3．盆腔脏器的采集 先切离直肠与盆腔上壁的结缔组织，还要切离子宫与卵巢，再由骨盆腔下壁切离膀胱颈、阴道及生殖腺，最后将肛门、阴门做圆形切离，即可取出骨盆腔脏器。
4．口腔器官的采集 剥去下颌部皮肤，颈部气管、食道及腺体便明显可见，用刀切断两下颌支内侧和舌边结的肌肉，再用镊子夹住，拉出外面，将咽、喉、气管、食道及周围组织切离，直至胸腔人口处一并取出。
5．颅腔器官的采集 沿环枕关节横断颈部，，使头颈分离，再去掉头盖骨，用镊子提起脑膜，用剪刀剪开，检查颅腔液体数量、颜色、透明度。用镊子钝性剥离大脑与周围的连结，然后将大脑从颅腔内撬出。
动物准备：提前单独饲养并注意观察。术前应禁食禁水：避免麻醉和手术过程中发生呕吐，大动物术前8~24小时禁食，术前6小时禁水；啮齿类动物如是肠道手术，术前禁食；反刍动物术前禁食24~36小时，术前禁水6小时。 1、组织切开的一般原则
（1）根据实验目的要求确定手术切口的部位和大小。 （2）根据不同部位的切口采用不同的执刀方式。 2、注意事项：
（1）切开前，应先将切口部位的皮肤拉紧，使其平坦紧张而固定。 （2）刀刃与切开的组织垂直，以一次切开为佳。
（3）组织要逐层切开，按皮肤纹理或各组织的纤维方向切开为佳。 （4）组织的切开处应选择无重要血管及神经的地方。
（5）选择切口时，应注意选择易于敷料或导管包扎固定的部位。
（6）肌肉的分离应顺肌纤维方向作钝性分离。若需横行切断，应在切断处上下端先夹两把血管钳，切断后结扎两断端。 （7）神经、血管的分离应顺其平行方向分离。动作要轻，操作要细。
九、人类疾病的动物模型
人类疾病动物模型（animal model of human diseases）是指医学研究中建立的具有人类疾病模拟表现的动物实验对象和相关材料。 动物模型设计一般应遵循下列原则：相似性、重复性、可靠性、适用性和可控性、易行性和经济性 动物模型的分类： 一）按产生原因分类：
1、实验性动物模型（experimental animal model）又称为诱发性动物模型，是指研究者通过使用物理的、化学的、生物的和复合的致病因素作用于动物，而造成动物组织、器官或全身一定的损害，出现某些类似人类疾病时的功能、代谢或形态结构方面的病变，即人为地诱发动物产生类似人类疾病模型。
优点:可在短时间内复制出大量疾病模型,并可严格控制各种条件使复制出的疾病模型适合研究目的需要、制作方法简便、实不足:因是诱发的疾病,与自发的疾病有所不同；并不是所有的人类疾病都可诱发。
2、自发性动物模型（spontaneous animal model）指实验动物未经任何人工处置，在自然条件下动物自然发生或由于基因突变的异常表现，通过遗传育种保留下来的动物模型。
优点： 疾病的发生、发展与人类相应的疾病比较相似、是自然条件下发生的疾病、应用价值高。
不足：来源较困难、种类有限，而且有时保种较困难，不能大量应用。另外，自然获得性动物肿瘤与人类肿瘤所发生的类型3、抗疾病型动物模型（negative animal model）就是指特定的疾病不会在某种动物身上发生，从而可以用来探讨为何这种动物对该疾病有天然的抵抗力。
3、生物医学动物模型（biomedial animal model）是指利用健康动物生物学特征来提供人类疾病相似表现的疾病模型。如沙鼠缺乏完整的基底动物环，左右大脑供血相对独立，是研究中风是理想动物模型；鹿的正常红细胞是镰刀形的，多年来被供作镰刀形红验条件简单、其他因素容易控制。
和发病机制有的也有差异。
细胞贫血研究等。但这一类动物模型与人类疾病存在着一定的差异，研究时要加以分析比较。 注意事项：
① 模型要尽可能体现所要求的人类疾病；②注意所选动物的实用价值；③注意环境因素对动物模型的影响； ④不要盲目使用近交系；⑤不要盲目使用非人类灵长类动物；⑥正确评估动物模型。 ⑦注意致模因素的选择
致模因素的选择是复制动物模型的关键步骤。应明确研究目的，清楚相应人类疾病的发生、临床症状和发病机理，熟悉致病因素对动物所产生的临床症状和发病情况，致病因素的剂量。动物的遗传背景、性别、年龄等对模型的复制都有一定的影响，选择适当的致病因素和尽量避免选择与人类相似性小的实验动物作动物模型，以增加所复制动物模型与人类疾病的相似性，例如以草食性动物兔复制动脉硬化模型需要胆固醇剂量远比人类高得多，而且病变部位并不出现在主动脉弓，病理表现为纤维组织和平滑肌增生为主，这些现象与人的情况就有一定差距，这就要求研究人员要全面了解致病因素与动物及方法全部信息，掌握致病因素的剂量，分析能否达到预期结果。 ⑧注意动物因素的选择
复制动物模型应注意选用标准化和实用价值的动物。复制动物模型时应遵循适于大多数研究者使用，容易复制、便于操作和采集各种标本。动物来源应注意选用标准化实验动物，家畜和野生动物作为模型资源的补充。
标准化实验动物用作模型资源其优点：①生活在标准化的环境内，有清楚的遗传背景和微生物控制标准，具有较强的敏感性、较好的重复性和反应均一的特点。②有严格的饲养规程。③易获取大样本进行实验和观察。缺点是在人工控制下培育的动物与自然生长繁育的动物有所不同，而且标准化环境的维持消耗大量的资金。 ⑨注意近交系的应用
近交系的选择应注意遗传背景清楚，反应均一、个体差小，广泛地应用于动物模型复制，但在设计中必须慎重考虑以下因素。 1.近交系的繁殖方法与自然状态不同。例如自发性糖尿病BB Wistar Rat具人类糖尿病临床特征但实际中常并发有周围神经系统严重疾病、睾丸萎缩、甲状腺炎、恶性淋巴瘤等，因此要有目的选择，不可盲目的采用近交系。
2.近交系与其形成的亚系不能视为同一品系。要充分了解新品系的特征及有关资料。
3.即使已形成模型的品系由于育种和环境改变，仍有可能发生基因突变和遣传漂变。即存在变种甚至断种的危险。
4.国外常用二种近交系的杂一代(F1)作为模型。其个体之间均一性好，对实验的耐受性强，弥补了近交系的不足。除近交系、杂交一代外，封闭群动物(远交系)虽然个体间的重复性和一致性没有近效系、F1动物好，但遗传特性及反应性保持相对稳定，其生活力强，繁殖率高、抗病力强、可以大量生产。其某些方面可选用。 ⑩注意环境因素的影响
复制模型的成败与环境因素密切相关，居住、饲料改变、光线、噪声、氨气浓度、温、湿度、屏障系统故障等。 影响动物模型的因素
1、动物因素对动物模型复制的影响：动物种类、品系、年龄和体重、性别、生理状态和健康因素 2、实验技术因素对动物模型复制的影响：实验季节、昼夜不同时间、麻醉深度、实验给药的影响 3、环境因素和营养因素对复制模型的影响
十一、实验动物用药量的确定及计算方法
1. 先用少量小鼠粗略地探索中毒或致死剂量,然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一作为应用剂量，一般可取1/10～1/5。
2.确定剂量后，如第一次实验的作用不明显，动物也没有中毒的表现(体重下降、精神不振、活动减少或其它症状)，可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应减少剂量再次实验。在一般情况下，在适宜剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用儿个剂量做实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度毫无规律时，则更应慎重分析。
3.用大动物进行实验时，防止动物中毒死亡，开始的剂量可采用给鼠类剂量的十五分之一至二分之一，以后可根据动物的反应调整剂量。
4.确定动物的给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。—般说，确定的给药剂量是指成年动物的，如果幼小动物，剂量应减小。如以狗为例：6 个月以上的狗给药剂量为1份时，3～6个月的给1/2份， 45～89日的给1/4份，20～44日的给1/8 份，10～19日的给1/16份。
5.植物药粗制剂的剂量多按生药折算。
6.化学药品可参考化学结构相似的已知药物， 特别是化学结构和作用都相似的剂量。
7.确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同。 以口服量为100时，皮下注射量为30～50，肌肉注射量
为20～30，静脉注射量为25。
人与动物的用药量换算方法
人与动物对同一药物耐受性不同，一般动物的耐受性要比人大，单位体重的用药量动物比人要高。必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例换算： 人用药量 小鼠、大鼠 兔、豚鼠 狗、猫 1 50-100 15-20 5-10 2以上系按单位体重口服用药量换算。如给药途径为静脉、皮下、腹腔注射，换算比例应适当减小些。
实验动物给药量的计算 （1）药物浓度的表示方法
溶质的质量（g）
百分浓度（％）=————————— 3100% 溶液的体积（ml）
（2）实验动物给药剂量一般按mg/kg(或g/kg)计算。为了方便，大鼠和豚鼠可按每100g计算，小鼠可按每10g计算。 给药剂量=药物浓度3给药体积
（3）给药容量的计算：从已知药的浓度和已知给药剂量算出相当于每1kg体重应给药的毫升数（ml）。 2例如小白鼠体重18克，腹腔注射盐酸氯丙嗪15mg/kg，药液浓度为0.15%，应注射多少量(ml)？
计算方法：0.15%溶液每毫升含药物1.5毫克，相当的容积为10ml/kg，小白鼠体重为18克，换算成公斤，则为0.018公斤，故10ml30.018=0.18ml。
在动物实验中有时须根据药物的剂量及某种动物给药途径所允许的最大的药液容量，然后配制相当的浓度，以便于给药。
2不同种类实验动物一次给药能耐受的最大剂量(ml)
动物名称 小鼠 大鼠 兔 猫 猴 犬
小儿剂量的计算 ?根据体生计算
1-6个月：体重（公斤）=月龄30.6+3 (按出生时平均体重为3公斤，1-6个月体重每月增加0.6公斤计算)。 7-12个月：体重（公斤）=月龄30.5+3.6 (按7-12个月的小儿体重平均每月增加0.5公斤计算)。 一周岁以上：体重（公斤）=岁数32+7 (按一周岁时平均体重为9公斤，以后每年增加2公斤计算)。 ?根据体表面积计算
因药物血浓度和作用与体表面积有平行关系，因此按体表面积计算药量更为合理，可按下列公式从体重计算体表面积： 体表面积（平方米）=体重（公斤）30.035（平方米）/公斤+0.1（平方米） 30公斤以上者，每增加体重5公斤，增加体表面积0.1平方米。 药物用量= 体表面积3药物量/平方米(mg/m2)
2剂量：一般设三个剂量：低剂量--临床等效量 中剂量--临床等效量的2倍 高剂量--临床等效量的4倍
十二、常见药理实验设计思路 NO.1 不同给药途径对药物作用的影响
0.9 5.0 200 150 300 500 灌胃
皮下注射 1.5 5.0 10 10 50 100
肌肉注射 0.2 0.5 2.0 2.0 3.0 4.0
腹腔注射 1 2 5 5 10 —
静脉注射 0.8 4.0 10 10 20 100
【实验动物】小白鼠，体重18-24g，雌雄兼用 【实验步骤和观察项目】
1．硫酸镁不同给药途径对药物作用的影响
取体重相近的小白鼠2只，编号并称重。1号小白鼠腹腔注射10%硫酸镁溶液0.3ml，2号小白鼠经口灌胃10%硫酸镁0.6ml。观察并比较两鼠有何不同现象发生。
2．戊巴比妥钠不同给药途径对药物作用的影响
取体重相近的小白鼠3只，编号并称重。观察小鼠正常活动情况及翻正反射，然后用0.5%戊巴比妥钠，分别从不同途径（灌胃、皮下注射、腹腔注射）给药0.1ml/10g，观察小鼠反应，记录小白鼠腹腔注射0.5%戊巴比妥钠的时间、翻正反射消失及恢复时间，计算睡眠潜伏期和睡眠持续时间。
NO.2 药物的体内过程
【目的】观察药物在实验动物体内的吸收、分布、生物转化和排泄，掌握小鼠肌肉注射、颈椎脱臼及腹部解剖等的操作方法。 【动物】小白鼠
【药品】1%美蓝，3%过氧化氢溶液，1%普通墨水。 【方法】
1、取小鼠两只，分别称重，观察全身状态，眼及尿的颜色。
2、一只肌肉注射美蓝200mg/kg（1%-0.2ml/10g）。另一只肌肉注射普通墨水1%-0.2ml/10g 作对照。
3、注射20分钟后用颈椎脱臼方法杀死小白鼠。（一手按住小白鼠头，另一手用力把尾向后拉）并立即收集尿液2-3滴。
4、剪开胸腹腔及头骨，剪下小肠、肝、肾、脾、肺、心、脑及非注射部位的肌肉组织各二小块，置反应板上（有规律放），一块滴加过氧化氢溶液，另一块不加过氧化氢溶液，用水洗去泡沫后，观察各组织颜色的变化并比较之。
5、颜色反应按其显出蓝色的深浅以“±”来表示可疑；“+”、“++”、“+++”、“++++”来表示蓝色的深浅；“－” 表示无颜色反应。
注意：美蓝应分两侧大腿肌注，这样有利于药液吸收。
NO.3 药物半衰期的测定
【原理】药物在机体内由于代谢、排泄等原因，血液中药物浓度逐渐下降。多数药物的血液浓度变化呈一级反应，即药物血液浓
度的对数与相应时间呈直线关系。
【药品】10%磺胺噻唑钠溶液（ST），20%三氯醋酸溶液，0.5%亚硝酸钠溶液，0.5%氨磺酸铵，显色剂（0.05%二盐酸N-1荼乙二胺，贮于棕色瓶内），肝素，75%酒精。 【方法】
1、取家兔1只，称重后从耳缘静脉（或从颈A，股A插管中）取血0.2ml置含蒸馏水4.8ml试管中，并充分摇匀，使完全溶血，作空白对照用。（从家兔耳缘静脉抽血，关键在于能使兔耳充血。在气温较高时，充血较容易，在冬季或室温较低时，须用40～60W灯泡烘烤兔耳,同时用食指轻弹兔耳根部,可有助于抽血。如耳缘静脉抽血困难，可用3%戊巴比妥钠麻醉动物后，分离颈A或股A，分别插管固定，作抽血用）。
2、从另一侧耳缘静脉注射10%磺胺噻唑钠溶液1ml/kg（100mg/kg）。
3、于给药后5分钟、15分钟、45分钟、60分钟、90分钟、120分钟、150分钟、200分钟、250分钟分别取血０.2ml，置于含蒸馏水4.8ml试管中，并充分摇匀。使完全溶血，按下法进行血中ST浓度测定。 4、血中ST浓度测定：
? 取上述含血标本试管（共10支），使完全溶血后，加入20%三氯醋酸0.9ml，每加一滴即用力摇匀一会，然后再加（一定要充分摇匀！！否则会影响实验结果的准确性）。用滤纸过滤； ?取试管10支，分别加进无蛋白滤液各2ml； ?各加入0.5%亚硝钠溶液0.05ml混合，静置3分钟；
?各加入0.5%氨磺酸铵溶液1ml，混合，摇匀，等2分钟后再摇匀； ?各加显色剂2ml，混合；
?5分钟后用721分光光度计于波长540nm处进行比色； ?在标准曲线上分别查出各时间血中ST的浓度；
